Сравнительная эффективность криозащитных разбавителей для семени петухов

Сохранение и использование заморожено/оттаянных сперматозоидов петухов важно для поддержания биоразнообразия сельскохозяйственных птиц и в перспективе будет играть важную роль в селекции, что даст большую гибкость в программах разведения. Такое использование оттаянного семени целесообразно только при высоком уровне его оплодотворяющей способности. Трегалоза является перспективным природным компонентом в составе криозащитных сред для семени петухов за счет ее исключительной способности нейтрализации холодового стресса. Целью исследования было определить эффективность использования трегалозы в составе криозащтного разбавителя семени петухов на базе Ленинградской криозащитной среды (ЛКСконтроль). Представлена среды ЛКС-Т20 с добавлением трегалозы в концентрации 9,5 mM. Показатели подвижности семени после размораживания (♂ красный род-айланд, n=10) в зависимости от состава среды значимо не различались. Достоверные различия (p <0,05) были получены по показателю оплодотворенности яиц: 86,0% при использовании среды ЛКС-Т20 и 79,0% – ЛКС-контроль и по оценке состояния вителлиновой мембраны желтка яиц (p <0,001). Показатель оплодотворенности яиц на приемлемом для оттаянного семени уровне 50% сохранялся до 10 дня (20 день сбора яиц) от последнего осеменения при использовании среды ЛКС-Т20. Функциональная полноценность оттаянных сперматозоидов сохранялась в течение 15 дней (25й день сбора яиц) от последнего осеменения при использовании разбавителя ЛКС-Т20– оплодотворенность яиц 15,0%, количество взаимодействий сперматозоидов при оценке состояния вителлиновой мембраны желтка яиц в области бластодиска составило 345,2 шт/см² . При использовании разбавителя ЛКС-контроль – функциональная способность оттаянных сперматозоидов в те же контрольные периоды отсутствовала. Полученный высокий уровень оплодотворенности яиц при включении трегалозы в состав криозащитного разбавителя в сочетании с методом замораживания семени петухов в гранулах подтверждает целесообразность внедрения разбавителя ЛКС-Т20 в технологию сохранения генетического разнообразия локальных и аборигенных пород кур методами in vitro.

1. Rakha B. A. et al. Use of dimethylsulfoxide for semen cryopreservation in Indian red jungle fowl (Gallus gallus murghi) // Theriogenology. – 2018. – Т. 122. – С. 61-67.

2. Nguyen T. M. D., Grasseau I., Blesbois E. New insights in the AMPK regulation in chicken spermatozoa: Role of direct AMPK activator and relationship between AMPK and PKA pathways //Theriogenology. – 2019. – Т. 140. – С. 1-7.

3. Long J.A. Rooster semen cryopreservation: Effect of pedigree line and male age on post-thaw sperm function / J.A. Long, D.C. Bongalhardo, J. Pelaéz, S. Saxena, P. Settar, N.P. O'Sullivan, J.E. Fulton // Poultry Science. – 2010. – V. 89(5). – P. 966–973. doi:10.3382/ps.2009-00227.

4. Seigneurin F., Blesbois E. Update on semen cryopreservation metothods in poultry species. / F. Seigneurin, E. Blesbois // Proceedings of the XIIIth European Poultry Conference. — 2010. – P. 172.

5. Blesbois E. Semen Cryopreservation for ex situ Management of Genetic Diversity in Chicken: Creation of the French Avian Cryobank / E. Blesbois, F. Seigneurin, I. Grasseau, C. Limouzin, J. Besnard, D. Gourichon, G. Coquerelle, P. Rault, M. Tixier-Boichard // Poultry Science. – 2007. – V. 86(3). – P. 555-564. doi: 10.1093/ps/86.3.555

6. Ciftci Y., Aygun A. Poultry semen cryopreservation technologies / Y. Ciftci, A. Aygun // World’s Poultry Science Journal. - 2018. – V. 74(4). – P. 1-11. doi:10.1017/s0043933918000673.

7. Blanco J. M. et al. Comparative cryopreservation of avian spermatozoa: Effects of freezing and thawing rates on turkey and sandhill crane sperm cryosurvival //Animal Reproduction Science. – 2012. – Т. 131. – №. 1-2. – С. 1-8.

8. Fulton J.E. Avian genetic stock preservation: an industry perspective / J.E. Fulton // Poultry Science. – 2006. – V. 85. – P. 227– 231.

9. Silyukova Yu.L. The influence membranes damage and activity of rooster’s sperm on the fertilization of eggs when using cured cryopreserved sperm / Yu.L. Silyukova, N.V. Pleshanov, O.I. Stanishevskaya // Reproduction in Domestic Animals. — 2019. — Т. 54. — № S3. — P. 101.

10. Mosca F. Data on the positive synergic action of dimethylacetamide and trehalose on quality of cryopreserved chicken sperm / F. Mosca, M. Madeddu, A.A. Sayed, L. Zaniboni, N. Iaffaldano, S. Cerolini // Data in Brief. – 2019. – V. 9. – P. 1118‐1121. doi: 10.1016/j.dib.2016.11.059.

11. Thananurak P., Chuaychu-noo N., Vongpralub T. Freezability and fertility of Thai native chicken semen in different diluents //The Thai Journal of Veterinary Medicine. – 2017. – Т. 47. – №. 4. – С. 551-556.

12. Sciarretta S. et al. Trehalose-induced activation of autophagy improves cardiac remodeling after myocardial infarction // Journal of the American College of Cardiology. – 2018. – Т. 71. – №. 18. – С. 1999- 2010.

13. Seigneurin F., Blesbois E. Update on semen cryopreservation methods in poultry species //13. European Poultry Conference (EPC 2010). – French Branch of World's Poultry Science Association, 2010. – Т. 66. – №. S.

14. Attfield P. V. Trehalose accumulates in Saccharomyces cerevisiae during exposure to agents that induce heat shock response // FEBS letters. – 1987. – Т. 225. – №. 1-2. – С. 259-263.

15. Rabbani G., Choi I. Roles of osmolytes in protein folding and aggregation in cells and their biotechnological applications // International journal of biological macromolecules. – 2018. – Т. 109. – С. 483-491.

16. Paventi G. et al. The Effect of Semen Cryopreservation Process on Metabolomic Profiles of Turkey Sperm as Assessed by NMR Analysis //Biology. – 2022. – Т. 11. – №. 5. – С. 642.

17. Rao W. et al. Nanoparticle-mediated intracellular delivery enables cryopreservation of human adipose-derived stem cells using trehalose as the sole cryoprotectant // ACS applied materials & interfaces. – 2015. – Т. 7. – №. 8. – С. 5017-5028.

18. Феофилова Е. П. и др. Трегалоза: особенности химического строения, биологические функции и практическое значение //Микробиология. – 2014. – Т. 83. – №. 3. – С. 271-271.

19. Jing H. et al. Lipid flip-flop and desorption from supported lipid bilayers is independent of curvature //PLoS One. – 2020. – Т. 15. – №. 12. – С. e0244460.

20. Mosca F. et al. Combined effect of permeant and non-permeant cryoprotectants on the quality of frozen/thawed chicken sperm //Cryobiology. – 2016. – Т. 73. – №. 3. – С. 343-347.

21. Целютин К.В., Тур Б.К. Искусственное осеменение и криоконсервация спермы сельскохозяйственной птицы (петухи, индюки, гусаки, селезни) / К.В. Целютин, Б.Л. Тур // СПб-Пушкин. – 2013. – с. 87.

22. Burrows W. H., Quinn J. P. A method of obtaining spermatozoa from the domestic fowl //Poultry Science. – 1935. – Т. 14. – №. 4. – С. 251-253.

23. Stanishevskaya O. Effects of saccharides supplementation in the extender of cryopreservedrooster (Gallus domesticus) semen on the fertility of frozen/thawed spermatozoa / O. Stanishevskaya, Y. Silyukova, N. Pleshanov, A. Kurochkin, E. Fedorova, Z. Fedorova, O. Perinek, A. Prituzhalova, I. Meftakh // Animals. — 2021. — Т. 11. — № 1. — P. 1-9.

24. Bakst M. The inner perivitelline layer sperm hole assay: Use of filter paper rings for the isolation of the perivitelline layer overlying the germinal disc and new observations on its morphology / M. Bakst, J. Eastridge, I. Malecki // Journal of Applied Poultry Research. - 2014. - V. 23. – P. 121-128. doi: 10.3382/japr.2013-00873.