Липидный состав плазматических мембран сперматозоидов петухов (Gallus gallus domesticus) и его динамика в процессе криоконсервации

Особенности  строения  плазматических  мембран  сперматозоидов птиц делает их более чувствительными, по сравнению с таковыми млекопитающих, к низкотемпературному стрессу. Качественный и количественный состав липидов мембран может стать определяющим фактором при разработке новых эффективных составов криозащитных сред. Целью исследования было определить липидный состав плазматических мембран нативных сперматозоидов петухов, содержание углеводов и полиолов в составе их цитозоля, а также динамические изменения липидома мембран и состава цитозоля в процессе криоконсервации в зависимости от состава криозащитной среды. Исследования проведены на петухах породы род-айланд (n=10), определяли общую и прогрессивную подвижность сперматозоидов, поврежденность мембран. Замораживание и оттаивание  семени  осуществлялось  по fast-протоколам.  Для  определения  липидного  состава плазматических  мембран  сперматозоидов  и  состава  их  цитозоля  использовали  метод хроматографического анализа. В составе мембран нативных сперматозоидов идентифицировали: фософолипиды, гликолилпиды и нейтральные липиды, представленные фосфатидилэталомином, фосфатидилсерином, фосфатидилхолином, сфингомиелином и стеролом. Показано изменение соотношения между мембранными липидами внутреннего и наружного слоев плазматической мембраны сперматозоидов петухов в процессе крио консервации. У нативных сперматозоидов это соотношение составило 41,2% и 39,4% соответственно, у оттаянных сперматозоидов при использовании среды ЛКС-контроль – 38,3% и 47,2% соответственно, при использовании среды ЛКС-Т20 – 40,7% и 44,5% соответственно. Отмечено значительное снижение, более чем в 3 раза, общей суммы углеводов (фруктоза, глюкоза, трегалоза) и полиолов (глицерин, маннит, инозитол) в цитозоле заморожено/оттаянных сперматозоидов при использовании криопротекторной среды ЛКС-контроль по сравнению со значениями нативного семени - 0,1145 мг/мл и 0,0360 мг/мл соответственно. При использовании среды ЛКС-Т20 изменение было незначительным, и дельта составила 5,2%. Доказана эффективность использования криозащитной среды  ЛКС-Т20,  содержащей  трегалозу,  для  поддержания  в  процессе замораживания/оттаивания  липидной  мембранной  архитектуры  сперматозоидов  петухов,  углеводно-полиольного состава их цитозоля и, как следствие, морфофункциональной полноценности гамет.

1. Vireque A.A. Effects of n-6 and n-3 polyunsaturated acidrich soybean phosphatidylcholine on membrane lipid profile and cryotolerance of human sperm / A.A. Vireque, A. Tata, O.F. Silva, E.G. LoTurco, A. Azzolini, C.R. Ferreira, M.H. Dantas, R.A. Ferriani, R.M. Reis // Fertility and sterility. – 2016. – Т. 106. – №. 2. – С. 273-283.

2. Кузнецов В.И. Липиды в структуре и функционировании биологических мембран / В.И. Кузнецов, В.В. Моррисон, О.Б. Лиско, Т.Д. Царева, Д.А. Сретенская, И.Б. Гаврилова, О.А. Хлебожарова // Саратовский научно-медицинский журнал. – 2014. – Т. 10. – №. 2. – С. 262-266.

3. Mandal R. Role of membrane lipid fatty acids in sperm cryopreservation / R. Mandal, D. Badyakar, J. Chakrabarty // Advances in Andrology. – 2014. – Т. 2014.

4. Stanishevskaya O. Effects of saccharides supplementation in the extender of cryo-preserved rooster (Gallus gallus domesticus) semen on the fertility of frozen/thawed spermatozoa / O. Stanishevskaya, Y. Silyukova, N. Pleshanov, A. Kurochkin, E. Fedorova, Z. Fedorova, O. Perinek, A. Prituzhalova, I. Meftakh // Animals. – 2021. – Т. 11. – №. 1. – С. 189.

5. Королькова Т.Н., Амбарцумян Л.Л., Шепилова И.А. Роль трегалозы в продолжительности клинического эффекта биоревитализантов //Клиническая дерматология и венерология. – 2020. – Т. 19. – №. 2. – С. 240-248.

6. Sum A.K. Molecular simulation study of phospholipid bilayers and insights of the interactions with disaccharides / A.K. Sum, R. Faller, J.J. de Pablo //Biophysical journal. – 2003. – Т. 85. – №. 5. – С. 2830-2844.

7. Maiti A., Daschakraborty S. Unraveling the Molecular Mechanisms of Trehalose-Mediated Protection and Stabilization of Escherichia coli Lipid Membrane during Desiccation //The Journal of Physical Chemistry B. – 2023. – Т. 127. – №2. – С. 4496-4507.

8. Целютин К. В., Тур Б. К. Искусственное осеменение и криоконсервация спермы сельскохозяйственной птицы (петухи, индюки, гусаки, селезни) //СПб.-Пушкин: ГНУ ВНИИГРЖ Россельхозакадемии. – 2013.

9. Stanishevskaya O.I. Effects of Trehalose Supplementation on Lipid Composition of Rooster Spermatozoa Membranes in a Freeze/Thaw Protocol / O.I. Stanishevskaya, Y. Silyukova, E. Fedorova, N. Pleshanov, A. Kurochkin, V.M. Tereshina, E. Ianutsevich // Animals. – 2023. – Т. 13. – №. 6. – С. 1023.

10. Pintado B. Permeability of boar and bull spermatozoa to the nucleic acid stains propidium iodide or Hoechst 33258, or to eosin: accuracy in the assessment of cell viability / B. Pintado, J. de la Fuente, E.R. Roldan // Journal of Reproduction and Fertility. – 2000. – Т. 118. – №. 1. – С. 145-152.

11. Feng H. L. Impact of Ca2+ flux inhibitors on acrosome reaction of hamster spermatozoa / H.L. Feng, Y.B. Han, A. Hershlag, I.J.Zheng //Journal of andrology. – 2007. – Т. 28. – №. 4. – С. 561-564.

12. Януцевич Е. А. Мембранные липиды и углеводы цитозоля у Aspergillus niger в условиях осмотического, окислительного и холодового воздействий / Е.А. Януцевич, О.А. Данилова, Н.В. Гроза, В.М. Терешина //Микробиология. – 2016. – Т. 85. – №. 3. – С. 283-292.

13. Moore A.I. Adding cholesterol to the stallion sperm plasma membrane improves cryosurvival / Moore A.I., Squires E.L., Graham J.K.// Cryobiology. – 2005. – Т. 51. – №. 3. – С. 241-249.

14. Hezavehei M. Membrane lipid replacement with nanomicelles in human sperm cryopreservation improves post-thaw function and acrosome protein integrity / M. Hezavehei, M. Sharafi, R. Fathi, A. Shahverdi, M.A.S. Gilani // Reproductive BioMedicine Online. – 2021. – № 43(2). – С. 257– 268.

15. Longobardi V. Cholesterol-loaded cyclodextrins prevent cryocapacitation damages in buffalo (Bubalus bubalis) cryo-preserved spermм / V. Longobardi, G. Albero, C. De Canditiis, A. Salzano, A. Natale, A. Balestrieri, G. Neglia, G. Campanile, B. Gasparrini // Theriogenology. – 2017. – № 89. – С. 359-364.

16. Chen T. Beneficial effect of intracellular trehalose on the membrane integrity of dried mammalian cells / T. Chen, J. P. Acker, A. Eroglu, S. Cheley, H. Bayley, A. Fowler, M. Toner // Cryobiology. – 2001. – Vol. 43. – p. 168–181.

17. Delgado-Bermúdez A. Aquaporins are essential to maintain motility and membrane lipid architecture during mammalian sperm capacitation / A. Delgado-Bermúdez, S. Recuero, M. Llavanera, Y. Mateo-Otero, A. Sandu, I. Barranco, J. Ribas-Maynou, M. Yeste //Frontiers in Cell and Developmental Biology. – 2021. – № 9. – С. 656438.