Гормональный профиль жидкости фолликулов разного диаметра в связи с показателями жизнеспособности и содержанием липидов в клетках гранулезы Sus scrofa domesticus

Моделирование систем дозревания ооцитов сельскохозяйственных животных основывается на имеющихся сведениях о составе фолликулярной жидкости (ФЖ), однако, данные гормонального статуса жидкости фолликулов свиней в связи с жизнеспособностью и функциональным состоянием липидома клеток гранулезы (КГ) в динамике фолликулогенеза отсутствуют. Нами был проанализирован гормональный профиль (ЛГ, ФСГ, Т3, Т4, кортизол) жидкости антральных фолликулов свиней и получены данные о влиянии этих гормонов на жизнеспособность и содержание липидов (липидных капель-ЛК) КГ свиней в фолликулах разного диаметра (ø <3 мм, ø 3-5 мм и ø>5 мм). Обнаружена обратная корреляция между долей КГ с высокой интенсивностью флуоресценции комплекса липидная капля – NileRed (ИФNileRed/ЛК - маркер содержания липидных капель) и концентрацией кортизола в динамике фолликулогенеза (-0.830, р<0.05), а также обратная корреляция между содержанием кортизола и долей жизнеспособных клеток (-0.995, р<0.05). Прямая корреляция выявлена между уровнем содержания, как Т3, так и Т4 с ИФNileRed/ ЛК (0.901, 0.946, р<0.05) в КГ, что, вероятно, предполагает накопление энергетического субстрата в цитозоле. Отсутствовали достоверные корреляционные значения в содержании ЛГ в ФЖ и долей КГ, имеющих высокую интенсивность ИФNileRed/ЛК. Высокий уровень корреляции в концентрации Т3, Т4 в ФЖ и кортизола с показателями липидного содержания в КГ, свидетельствует о значительном влиянии этих гормонов на энергетический запас и жизнеспособность КГ в процессе фолликулогенеза и позволяет рассматривать их в качестве потенциальных кандидатов для углубленного изучения механизмов нарушения метаболизма, провоцирующих аномалии в развитии потомства, полученного при экстракорпоральном созревании и оплодотворении женских гамет, а также для моделирования состава сред для формирования зрелой яйцеклетки Sus scrofa domesticus in vitro. 

1. Tabatabaei, S. Biochemical composition of blood plasma and follicular fluid in relation to follicular size in buffalo / Tabatabaei, S. and Mamoei, M. // Comparative clinical pathology. – 2011. – Vol. 20. – P. 441-445. DOI: 10.1007/s00580-010-1014-5.

2. Carpintero, N. L. Follicular steroid hormones as markers of oocyte quality and oocyte development potential / Carpintero, N. L., Suárez, O. A., Mangas, C. C., Varea, C. G., Rioja, R. G. // Journal of human reproductive sciences. –2014. –Vol. 7. –P. 187-193. DOI:10.4103/0974-1208.142479.

3. Kayanja, M. Markers of oocyte quality to enhance human IVF outcomes: a bibliographic review / Kayanja, M., Tiri, M., Muyigo, M., Rujumba, D., Brian, N., Francis, K. // Open journal of internal medicine. – 2024. – Vol. 14. – P. 102-121. DOI: 10.4236/ojim.2024.141010.

4. Uyar, A. Cumulus and granulosa cell markers of oocyte and embryo quality / Uyar, A., Torrealday, S., Seli, E. // Fertility and sterility. – 2013. – Vol. 99. – P. 979-997. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2013.01.129

5. Hassanein, E.M. Gonadotropin-releasing hormone (GnRH) and its agonists in bovine reproduction I: structure, biosynthesis, physiological effects, and its role in estrous synchronization / Hassanein, E.M., Szelényi, Z.; Szenci, O. // Animals. – 2024. – Vol. 14. – № 10. DOI: 10.3390/ani14101473.

6. Lamb, G.C. Reproductive Endocrinology and Hormonal Control of the Estrous Cycle / Lamb, G.C., Smith, M.F., Perry, G.A., Atkins, J.A., Risley, M.E., Busch, D.C., Patterson, D.J. // The Bovine Practitioner. – 2010. – Vol. 44. – № 1. –P. 18-26. DOI:10.21423/bovine-vol44no1p18-26.

7. Costermans, N. Follicular fluid steroid profile in sows: relationship to follicle size and oocyte quality / Costermans, N., Soede, N., Tricht, F., Blokland, M., Kemp, B., Keijer, J., Teerds K. // Biology of reproduction. – 2020. – Vol. 102. – P. 740-749. DOI: 10.1093/biolre/ioz217.

8. Gregoraszczuk, E.L. In vitro effect of triiodothyronine on the cyclic amp, progesterone and testosterone level in porcine theca, granulosa and luteal cells / Gregoraszczuk, E.L., Galas, J. // Endocrine regulations. –1998. –Vol. 32. –P. 93-98.

9. Osteen K. G. Follicular fluid modulation of functional LH receptor induction in pig granulosa cells / Osteen K. G., Anderson L. D., Reichert L. E., Channing C. P. // Journal of reproduction and fertility. – 1985. – Vol. 74. – P. 407-418. DOI: 10.1530/jrf.0.0740407.

10. Naskar S. Steroid and metabolic hormonal profile of porcine serum vis-à-vis ovarian follicular fluid / Naskar S., Borah S., Vashi Y., Thomas R., Sarma D. K., Goswami J., Dhara S. K. // Veterinary World. – 2016. – Vol 9. – P. 1320-1323. DOI: 10.14202/vetworld.2016.1320-1323.

11. Sirotkin A. V. FSH, oxytocin and IGF-I regulate the expression of sirtuin 1 in porcine ovarian granulosa cells / Sirotkin A. V., Dekanová P., Harrath A. // Physiologycal research. – 2020. – Vol.69. – P. 461-466. DOI: 10.33549/physiolres.934424.

12. Guthrie, H. D. Changes in plasma estrogen, luteinizing hormone, folliclestimulating hormone and 13,14-dihydro-15-keto-prostaglandin F2 alpha during blockade of luteolysis in pigs after human chorionic gonadotropin treatment / Guthrie, H. D., Bolt, D. J. // Journal of animal science. – 1983. – Vol. 57. – P. 993-1000. DOI:10.2527/jas1983.574993x.

13. Breen, S. M. The impact of dose of FSH (Folltropin) containing LH (Lutropin) on follicular development, estrus and ovulation responses in prepubertal gilts / Breen, S. M., Knox, R. V. // Animal Reproduction Science. –2012. –Vol. 132. –P. 193-200. DOI: 10.1016/j.anireprosci.2012.05.013.

14. Lavoie, H. A. 123 Physiological regulation of ovarian follicle growth and maturation in the pig / Lavoie, H. A. // Journal of animal science. –2018. –Vol. 96. –P. 342–343. DOI: 10.1093/jas/sky404.754.

15. Rosales M. Thyroid hormones in ovarian follicular fluid: Association with oocyte retrieval in women undergoing assisted fertilization procedures / Mónica Rosales, Myriam Nuñez, Andrea Abdala, Viviana Mesch, Gabriela Mendeluk // JBRA assisted reproduction. –2020. –Vol. 24. –P 245-249. DOI: 10.5935/1518-0557.20200004

16. Cedíková, M. Comparison of prolactin, free T3 and free T4 levels in the follicular fluid of infertile women and healthy fertile oocyte donors / Cedíková, M, Babuška, V, Rajdl, D., Zech, N.H., Kališ, V., Králíčková, M. // Ceska Gynekologie. –2012. –Vol. 77. – P. 471-476.

17. Kala, M. Role of cortisol and superoxide dismutase in psychological stress induced anovulation / Kala, M., Nivsarkar, M. // General and comparative endocrinology. –2016. –Vol. 225. –P. 117–124. DOI: 10.1016/j.ygcen.2015.09.010.

18. Nakanishi T. Cortisol induces follicle regression, while FSH prevents cortisolinduced follicle regression in pigs / Nakanishi T., Okamoto A., Ikeda M., Tate S., Sumita M., Kawamoto R., Tonai S., Lee J.Y., Shimada M., Yamashita Y. // Molecular Human Reproduction. –2021. –Vol. 27. DOI: 10.1093/molehr/gaab038.

19. Stimson, R. H. Acute physiological effects of glucocorticoids on fuel metabolism in humans are permissive but not direct / Stimson, R. H., Anderson, A. J., Ramage, L. E., Macfarlane, D. P., de Beaux, A. C., Mole, D. J, Andrew, R., Walker, B. R. // Diabetes, obesity and metabolism. – 2017. –Vol. 19. –P. 883-891. DOI: 10.1111/dom.12899.

20. Paolo V. Thyroid hormones T3 and T4 regulate human luteinized granulosa cells, counteracting apoptosis and promoting cell survival / Paolo V., Mangialardo C., Zacà C., Barberi M., Sereni E., Borini A., Centanni M., Coticchio G., Verga-Falzacappa C., Canipari R. // Journal of endocrinological investigation. –2020. –Vol. 43. –P. 821-831. DOI: 10.1007/s40618-019-01169-5.

21. Liu J. Growth and the initiation of steroidogenesis in porcine follicles are associated with unique patterns of gene expression for individual components of the ovarian insulin-like growth factor system / Liu J., Koenigsfeld A. T., Cantley T. C., Boyd C. K., Kobayashi Y., Lucy M. C.// Biology of Reproduction. –2000. –Vol. 63. –P. 942–952. DOI: 10.1095/biolreprod63.3.942

22. Filicori, M. The role of luteinizing hormone in folliculogenesis and ovulation induction / Filicori, M. // Fertility and sterility. –1999. –Vol. 71. –P. 405-414. DOI: 10.1016/s0015-0282(98)00482-8.

23. Costermans, N. G. J., Soede, N. M., Tricht, F., Blokland, M., Kemp, B., Keijer, J., & Teerds, K. J. Follicular fluid steroid profile in sows: relationship to follicle size and oocyte quality / Costermans, N. G. J., Soede, N. M., Tricht, F., Blokland, M., Kemp, B., Keijer, J., Teerds, K. J. // Biology of Reproduction. –2019. –Vol. 102. –P. 740-749. DOI: 10.1093/biolre/ioz217.

24. Lin, P. Effects of follicular size and FSH on granulosa cell apoptosis and atresia in porcine antral follicles / Lin, P., & Rui, R. // Molecular reproduction and development. –2010. –Vol. 77. – P. 670–678. DOI: 10.1002/mrd.21202.

25. Кузьмина Т. И. Роль наночастиц высокодисперсного кремнезема в реализации эффектов гранулезы на компетентность к созреванию и оплодотворению ооцитов Sus scrofa domesticus / Кузьмина Т.И., Чистякова И.В., Притужалова А.О., Татарская Д.Н. // Вавиловский журнал генетики и селекции. –2022. –Vol 26. –P. 234-239. DOI 10.18699/VJGB-22-30.

26. Zhang K-H. Follicle stimulating hormone controls granulosa cell glutamine synthesis to regulate ovulation / Zhang K-H., Zhang F-F., Zhang Z-L., Fang K-F., Sun WX, Kong N., Wu M., Liu H-O, Liu Y., Li Z., Cai Q-Q., Wang Y., Wei Q-W., Lin P-C, Lin Y., Xu W., Xu C-J, Yuan Y-Y., Zhao S-M. // Protein & cell. –2024. –Vol. 15. –P. 512–529. DOI: 10.1093/procel/pwad065.

27. Liao, B. Effects of androgen excessrelated metabolic disturbances on granulosa cell function and follicular development / Liao, B., Qi, X., Yun, C., Qiao, J., Pang, Y. // Frontiers in endocrinology (Lausanne). –2022. –Vol. 13. DOI: 10.3389/fendo.2022.815968.

28. Morimoto A. Granulosa cell metabolism at ovulation correlates with oocyte competence and is disrupted by obesity and aging / Morimoto A., Rose R. D., Smith K. M., Dinh D. T., Umehara T., Winstanley Y. E., Shibahara H., Russell D. L., Robker R. L. // Human Reproduction. –2024. –Vol. 39. –P. 2053–2066. DOI: 10.1093/humrep/deae154.

29. Arroyo A. Luteinizing Hormone Action in Human Oocyte Maturation and Quality: Signaling Pathways, Regulation, and Clinical Impact / Arroyo A., Kim B., Yeh J. // Reproductive Sciences. –2020. –Vol. 27. – P. 1223-1252. DOI: 10.1007/s43032-019-00137-x.

30. He, H. Effects of prolactin on the proliferation and hormone secretion of ovine granulosa cells in vitro / He, H., Su, X., Yang, H., Zhang, Y., Duan, C., Yang, R., Xie, F., Liu, Y., Liu, W. // Animal Bioscience. – 2024. –Vol. 37. –P. 1712-1725. DOI: 10.5713/ab.23.0448.

31. Downs S. Fatty acid oxidation and meiotic resumption in mouse oocytes / Downs S., Mosey J., Klinge J. // Molecular reproduction and development. –2009. –Vol. 76. – P. 844-853. DOI: 10.1002/mrd.21047.

32. Simerman A. A. Intrafollicular cortisol levels inversely correlate with cumulus cell lipid content as a possible energy source during oocyte meiotic resumption in women undergoing ovarian stimulation for in vitro fertilization / Simerman A. A., Hill D. L., Grogan T. R., Elashoff D., Clarke N. J., Goldstein E. H., Manrriquez A. N., Chazenbalk G. D., Dumesic D. A. // Fertility and sterility. –2015. –Vol. 103. – P. 249-57. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2014.09.034.

33. Effects of cortisol on granulosa cell function during follicle maturation in the horse / Abbasi K., Bollwein S., Kowalewski M. P., Scarlet D. // Journal of equine veterinary science. –2023. –Vol. 125. DOI: 10.1016/j.jevs.2023.104685.

34. Arnold A. Primary hyperparathyroidism: molecular genetic insights and clinical implications / Arnold A. // Endocrine abstracts. –2017. DOI: 10.1530/endoabs.50.PL1.

35. Liu, J. Role of CYP51 in the Regulation of T3 and FSH-Induced Steroidogenesis in Female Mice / Liu, J., Tian, Y., Ding, Y., Heng, D., Xu, K., Liu, W., Zhang, C. // Endocrinology. –2017. –Vol. 158. –P. 3974-3987. DOI: 10.1210/en.2017-00249.

36. Spicer L. J. Effects of thyroid hormones on bovine granulosa and thecal cell function in vitro: dependence on insulin and gonadotropins / Spicer L. J., Alonso J., Chamberlain C. S. // Journal of dairy science. –2001. – Vol. 84. –P. 1069-1076. DOI: 10.3168/jds.S0022-0302(01)74567-5.

37. Paes V. M. Role of thyroid hormones (triiodothyronine and thyroxine) in the regulation of mammalian folliculogenesis / Paes V. M., Vieira L. A., Figueiredo J. R. // Revista portuguesa de ciencian veterinarias. – 2017. –Vol. 112. –P. 23-31. DOI: 10.1159/000123900.

38. Монтвила Е.К. Влияние тиреоидных гормонов in vitro на функциональное состояние клеток гранулезы коров / Монтвила Е.К., Митяшова О.С., Лебедева И.Ю. // Генетика и разведение животных. – 2022. –№ 4. –С. 42-48. DOI:10.31043/2410-2733-2022-4-42-48.

39. Noguchi, M. 2010. Peripheral concentrations of inhibin A, ovarian steroids, and gonadotropins associated with follicular development throughout the estrous cycle of the sow / Noguchi, M., K. Yoshioka, S. Itoh, C. Suzuki, S. Arai, Y. Wada, Y. Hasegawa, and H. Kaneko. // Reproduction. –Vol. 139.–P. 153-161. DOI: 10.1530/REP-09-0018.

40. Liu, J. Growth and the initiation of steroidogenesis in porcine follicles are associated with unique patterns of gene expression for individual components of the ovarian insulin-like growth factor system / Liu, J., Koenigsfeld, A., Cantley, T., Boyd, C., Kobayashi, Y., Lucy, M. // Biology of reproduction. –2000. –Vol. 63. –P. 942–952. DOI: 10.1095/biolreprod63.3.942.

41. Britt, J. H. Roles of estradiol and gonadotropin-releasing hormone in controlling negative and positive feedback associated with the luteinizing hormone surge in ovariectomized pigs / Britt, J. H., Esbenshade, K. L., Ziecik, A. J. // Biology of reproduction. – 1991. –Vol. 45. –P. 478–485. DOI: 10.1095/biolreprod45.3.478.

42. Sekar N. Mechanisms underlying the steroidogenic synergy of insulin and luteinizing hormone in porcine granulosa cells: joint amplification of pivotal sterolregulatory genes encoding the low-density lipoprotein (LDL) receptor, steroidogenic acute regulatory (stAR) protein and cytochrome P450 side-chain cleavage (P450scc) enzyme / Sekar N., Garmey J. C., Veldhuis J. D. // Molecular and cellular endocrinology. –2000. –Vol. 159. –25-35. DOI: 10.1016/s0303-7207(99)00203-8