Диагностический мониторинг массовой гибели рыб в хозяйствах аквакультуры Северо-Западного региона и стратегия молекулярно-генетической детекции

Лососеводство и рыбоводство Северо-Западного федерального округа (СЗФО) обеспечивают более 70 % российского производства товарной форели и значительную долю продукции из сиговых рыб и осетровых. К наиболее распространённым вирусным патогенам Северо-Западного региона традиционно относят возбудителей инфекционного некроза гемопоэтической ткани (IHN), вирусной геморрагической септицемии (VHS) и инфекционного некроза поджелудочной железы (IPN). Обследованием были охвачены рыбоводческие хозяйства в Ленинградской области (садковые и бассейновые), в Республике Карелия (садковые на озёрах и реках) и в Новгородской области (проточные бассейны). Работа велась в 2021—2025 гг.; отбор материала приурочивали к периодам зарегистрированной гибели рыбы с потерей поголовья не менее 10 % за 7 суток. Были исследованы представители радужной форели (Oncorhynchus mykiss), атлантического лосося (Salmo salar), сига (Coregonus lavaretus) и прочие. Выборки включали разновозрастные группы — от молоди массой 1—5 г до товарной рыбы. Renibacterium salmoninarum, мотильные аэромонады комплекса Aeromonas hydrophila, а также вирусные агенты IHN, VHS и IPN, оказались не связаны с эпизоотической ситуацией, зафиксированной нами при обследовании рыбоводческих хозяйств Ленинградской области, Республики Карелия и Новгородской области в 2021—2025 гг. Основными этиологически значимыми агентами массовой гибели рыбы в обследованных хозяйствах стали: Lactococcus garvieae, Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida, Yersinia ruckeri, Flavobacterium psychrophilum и Pseudomonas spp. Совокупно эти патогены обусловили не менее 80 % зарегистрированной гибели поголовья. Работа посвящена описанию клинической картины при каждой нозологической форме, а также стратегии применения ПЦР-протоколов и молекулярным мишеням для молекулярно-генетической верификации патогена.

1. Воронин В. Н. Болезни лососевых и сиговых рыб при садковом выращивании в условиях Северо-Запада России: лекционный курс. — СПб.: СПбГУВМ, 2021. — 158 с.

2. Austin B., Austin D. A. Bacterial Fish Pathogens: Disease of Farmed and Wild Fish. 6th ed. — Cham: Springer, 2016. — 732 p. DOI: 10.1007/978-3-319-32674-0.

3. Wiklund T., Bylund G. Diseases of Salmonid and Coregonid Fish in Intensive Culture. — Helsinki: Finnish Game and Fisheries Research Institute, 1997. — 210 p.

4. Evenden A. J., Grayson T. H., Gilpin M. L., Munn C. B. Renibacterium salmoninarum and bacterial kidney disease — the unfinished jigsaw // Annu. Rev. Fish Dis. — 1993. — Vol. 3. — P. 87–104.

5. Olymon K., Yadav M., Teronpi V., Kumar A. Unravelling the genomic secrets of bacterial fish pathogens: a roadmap to aquaculture sustainability // Mol. Biol. Rep. — 2024. — Vol. 51. — Art. 364. DOI: 10.1007/s11033-024-09331-w.

6. Nhinh D. T., Le D. et al. Prevalence, virulence gene distribution and alarming the multidrug resistance of Aeromonas hydrophila associated with disease outbreaks in freshwater aquaculture // Antibiotics. — 2021. — Vol. 10, No. 5. — Art. 532. DOI: 10.3390/antibiotics10050532.

7. Del Cerro A., Marquez I., Guijarro J. A. Simultaneous detection of Aeromonas salmonicida, Flavobacterium psychrophilum, and Yersinia ruckeri, three major fish pathogens, by multiplex PCR // Appl. Environ. Microbiol. — 2002. — Vol. 68, No. 10. — P. 5177–5180. DOI: 10.1128/AEM.68.10.5177-5180.2002.

8. WOAH. Aquatic Animal Health Code, 25th ed., Chapters 10.6 (Infection with infectious haematopoietic necrosis virus) and 10.10 (Infection with viral haemorrhagic septicaemia virus). — Paris: WOAH, 2023. URL: https://www.woah.org.

9. Meyburgh C. M., Bragg R. R., Boucher C. E. Lactococcus garvieae: an emerging bacterial pathogen of fish // Dis. Aquat. Org. — 2017. — Vol. 123. — P. 67–79. DOI: 10.3354/dao03083.

10. González-Martín D., Ubieto M. et al. Comparative molecular and antimicrobial analysis of Lactococcus garvieae and Lactococcus petauri from marine and freshwater fish farms in the Mediterranean // Animals. — 2026. — Vol. 16, No. 2. — Art. 277. DOI: 10.3390/ani16020277.

11. Beaz-Hidalgo R., Magi G. E. et al. Development of a PCR protocol for the detection of Aeromonas salmonicida in fish by amplification of the fstA (ferric siderophore receptor) gene // Vet. Microbiol. — 2008. — Vol. 128. — P. 386–394. DOI: 10.1016/j.vetmic.2007.10.004.

12. Kumar G., Menanteau-Ledouble S., Saleh M., ElMatbouli M. Yersinia ruckeri, the causative agent of enteric redmouth disease in fish // Vet. Res. — 2015. — Vol. 46. — Art. 103. DOI: 10.1186/s13567-015-0238-4.

13. Sibinga N. A., Marquis H. Tissue-specific differences in detection of Yersinia ruckeri carrier status in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) // J. Fish Dis. — 2021. — Vol. 44, No. 12. — P. 2013–2020. DOI: 10.1111/jfd.13515.

14. Castillo D., Donati V. L. et al. Comparative genomic analyses of Flavobacterium psychrophilum isolates reveals new putative genetic determinants of virulence traits // Microorganisms. — 2021. — Vol. 9, No. 8. — Art. 1658. DOI: 10.3390/microorganisms9081658.

15. Mancilla M., Ojeda A. et al. Major antigenic differences in Aeromonas salmonicida isolates correlate with the emergence of a new strain causing furunculosis in Chilean salmon farms // Front. Cell. Infect. Microbiol. — 2025. — Vol. 15. — Art. 1508135. DOI: 10.3389/fcimb.2025.1508135.

16. Gibello A., Galán-Sánchez F., Blanco M. M., RodríguezIglesias M., Domínguez L., Fernández-Garayzábal J. F. The zoonotic potential of Lactococcus garvieae: an overview on microbiology, epidemiology, virulence factors and relationship with its presence in foods // Res. Vet. Sci. — 2016. — Vol. 109. — P. 59–70. DOI: 10.1016/j.rvsc.2016.09.010.