ГЕНЕТИЧЕСКОЕ РАЗНООБРАЗИЕ БАКТЕРИЙ КИШЕЧНИКА КРУПНОГО РОГАТОГО СКОТА, ВЫЯВЛЕННОЕ С ПОМОЩЬЮ ВЫСОКОПРОИЗВОДИТЕЛЬНОГО СЕКВЕНИРОВАНИЯ

В последнее время активно исследуется микробиота кишечника и ее роль для развития и здоровья домашних животных. Состав микробиома кишечника влияет на усвоение пищи, состояние иммунной системы животного, продуктивность и показатели роста домашнего скота. Также в кишечнике животных обитают специфичные филы бактерий, которые могут служить маркерами фекального загрязнения в окружающей среде. Нами проведено исследование микробиома кишечника 12 животных, разделенных на две группы – телята и взрослые коровы. Выявлены бактерии таксонов таксонов Actinobacteriota, Bacteroidota, Campilobacterota, Chloroflexi, Cyanobacteria, Desulfobacterota, Fibrobacterota, Firmicutes, Fusobacterota, Halobacterota, Elusimicrobiota, Euryarchaeota, Proteobacteria, Patescibacteria, Spirochaetota, Thermoplasmatota, Verrucomicrobia и небольшое количество неклассифицированных микроорганизмов.

Показано, что микробиом кишечника телят отличается от микробиома взрослых коров, а диарея влияет на состав кишечника молодых животных, снижая биоразнообразие обитателей. У телят индекс Шеннона составлял от 3,18 до 4,3, у взрослых животных от 4.41 до 5,24. Сравнение микробиомов кишечника здоровых телят и телят с диареей проведено с помощью t-критерия Хатчесона, разница оказалась значительной (P<<<0.0001). Основные филумы бактерий кишечника телят - Bacteroidota и Firmicutes, причем разнообразие и количество микробных линий Bacteroidota увеличивается с возрастом. Фирмикуты семейств Lactobacillae и Lactobacillales_fa, а также семейство Selenomonadaceae являтся маркерами ювенильного возраста животных. Специфичные для телят Bacteroidota – представители Tannerellaceae и Marinifilaceae. Микробиом взрослых животных на уровне филумов отличается присутствием бактерий Verrucomicrobiota, Desulfobacterota, архей Methanobacteria и Methanomicrobia. На уровне семейств и родов, сформировавшийся микробиом коров имеет уникальных представителей Bacteroidota и Firmicutes.

Таким образом, нами приведены данные об основных представителях бактерий здорового кишечника коров и телят, что впоследствии можно использовать для диагностики физиологического состояния животных, а также в экологических исследованиях для выявления фекального загрязнения окружающей среды.

1. Атландерова, К.Н. Микробиом рубца крупного рогатого скота при использовании в кормлении экстракта Quercus cortex / К.Н. Атландерова, Г.К. Дускаев, А.М. Макаева, Д.М. Муслюмова, К.С. Кондрашова // Животноводство и кормопроизводство.- 2019.- Т. 102.- № 4

2. Бережная, А.В. Молекулярногенетический и функциональный анализ генома бактерий Bacillus velezensis БИМ И-439Д // Прикладная биохимия и микробиология.- 2019.- 4 (55).- Р. 366-377 doi: 10.1134/S0555109919040032

3. Вербицкий, А. А. Особенности формирования нормобиоценоза кишечника у телят в первые недели жизни // Ученые записки учреждения образования «Витебская государственная академия ветеринарной медицины.- 2020.- № 2 (56).- С. 4-8.

4. Джавадов, Э.Д. Инфекционная патология в промышленном птицеводстве: реалии и перспективы // Ветеринария и кормление.- 2016.- № 2.- С. 24-27.

5. Иванов, А.В. Изучение микробиоты рубца коров методом T-RFLP. Современные нормативы / А.В. Иванов // Дайджест Сельское хозяйство. Наука и Практика.- 2017.- № 4.- С. 1-6

6. Ильина, Л.А. Сезонные изменения микробиома рубца у северного оленя (Rangifer tarandus) в условиях Российской Арктики / Л.А. Ильина, В.А. Филиппова, К.А. Лайшев, Е.А. Йылдырым, Т.П. Дуняшев, Е.А. Бражник, А.В. Дубровин, Д.В. Соболев, Д.Г. Тюрина, Н.И. Новикова, Г.Ю. Лаптев, А.А. Южаков, Т.М. Романенко, Ю.П. Вылко // Сельскохозяйственная биология.- 2020.- № 4 (55).- С. 697-713. doi: 10.15389/agrobiology.2020.4.697rus

7. Колоскова, Е.М. Исследование микробиома рубца овец с использованием молекулярно-генетических методов / Е.М. Колоскова, К.С. Остренко, В.А. Езерский, А.Н. Овчарова, Н.В. Белова // Проблемы биологии продуктивных животных.- 2020. - 4.- С. 5-26 doi: 10.25687/1996-6733.prodanimbiol.2020.4.5-26

8. Крупин, Е.О. Влияние экспериментальной кормовой добавки на активность ферментов сыворотки крови и показатели рубцовой жидкости коров / Е.О. Крупин, Ш.К. Шакиров, Т.В. Жарехина, М.Ш. Тагиров // Вестник казанского ГАУ.- 2018.- 2 (49).- С. 37-41 doi: 10.12737/article_5b3501f95428b9.94497492

9. Стома, И.О. Микробиом человека.- Минск: Доктор Дизайн, 2018

10. Хамидуллин, И.Р. Идентификация микроорганизмов рубца крупного рогатого скота // Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины.- 2016.- 3 (227).- С. 112-114.

11. Azad, E. Characterization of the rumen and fecal microbiome in bloated and non-bloated cattle grazing alfalfa pastures and subjected to bloat prevention strategies / E. Azad, H. Derakhshani, R.J. Forster // Sci Rep.- 2019.- 9.- Р. 4272 https://doi.org/10.1038/s41598-019-41017-3

12. Beaumont, M. Gut microbiota derived metabolites contribute to intestinal barrier maturation at the suckling-to-weaning transition / M. Beaumont, C. Paës, E. Mussard, C. Knudsen, L. Cauquil, P. Aymard, C. Barilly, B. Gabinaud, O. Zemb, S. Fourre, R. Gautier, C. Lencina, H. Eutamène, V. Theodorou, C. Canlet, S. Combes // Gut Microbes.- 2020.- 11.- Р. 1268-1286 doi: 10.1080/19490976.2020.1747335

13. Callahan, B. DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data / B. Callahan, P. McMurdie, M. Rosen, A.W. Han, A.J.A. Johnson, S.P. Holmes // Nat. Methods.- 2016.- 13.- Р. 581–583. doi: 10.1038/nmeth.3869

14. Collier, C.T. Coccidia-induced mucogenesis promotes the onset of necrotic enteritis by supporting Clostridium perfringens growth / C.T. Collier // Veterinary Immunology and Immunopathology.- 2008.- 122.- Р. 104–115. doi: 10.1016/j.vetimm.2007.10.014

15. Danielsson, R. Methane Production in Dairy Cows Correlates with Rumen Methanogenic and Bacterial Community Structure / R. Danielsson, J. Dicksved, L. Sun, H. Gonda, B. Müller, A. Schnürer, J. Bertilsson // Front. Microbiol.- 2017.- 8.- Р. 226 doi: 10.3389/fmicb.2017.00226

16. Dorland WAN (editor) (2003). Dorland's Illustrated Medical Dictionary. Philadelphia, 2003. Saunders. ISBN 978-0-7216-0146-5.

17. Furusawa, Y. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory / Y. Furusawa, Y. Obata, S. Fukuda, T.A. Endo, G. Nakato, D. Takahashi, Y. Nakanishi, C. Uetake, K. Kato, T. Kato // Т cells. Nature, 2013.- 504.- Р. 446-450.

18. Garcia-Lopez, M. Analysis of 1,000 Type-Strain Genomes Improves Taxonomic Classification of Bacteroidetes / M. Garcia-Lopez, J. P. Meier-Kolthoff, B. J. Tindall, S. Gronow, T. Woyke, N. C. Kyrpides, R. L. Hahnke, M. Goker // Front Microbiol.- 2019. - 10.- Р. 2083 doi: 10.3389/fmicb.2019.02083

19. Hang, B.P.T., Wredle, E. & Dicksved, J. Analysis of the developing gut microbiota in young dairy calves—impact of colostrum microbiota and gut disturbances / B.P.T. Hang, E. Wredle, J. Dicksved // Trop Anim Health Prod.- 2021.- 53.- Р. 50 https://doi.org/10.1007/s11250-020-02535-9

20. Hutcheson, K. A test for comparing diversities based on the Shannon formula / K. Hutcheson // Journal of Theoretical Biology. - 1970.- 29.- Р. 151-154 doi: 10.1016/0022-5193(70)90124-4

21. Mao, S. Characterising the bacterial microbiota across the gastrointestinal tracts of dairy cattle: membership and potential function // Sci. Rep.- 2015.- 5.- Р. 16116 doi: 10.1038/srep16116

22. Martens, E.C. Mucosal glycan foraging enhances fitness and transmission of a saccharolytic human gut bacterial symbiont / E.C. Martens, H.C. Chiang, J.I. Gordon // Cell Host & Microbe.- 2008.- 4 (5).- Р. 447– 457 doi:10.1016/j.chom.2008.09.007

23. Oikonomou, G. Fecal microbial diversity in pre-weaned dairy calves as described by pyrosequencing of metagenomic 16S rDNA. Associations of Faecalibacterium species with health and growth / G. Oikonomou, A. Teixeira, C. Foditsch, M. L. Bicalho, V. S. Machado, R. C. Bicalho // PLoS One.- 2013.- 8.- Р. 63157.

24. Ormerod, K.L. Genomic characterization of the uncultured Bacteroidales family S24-7 inhabiting the guts of homeothermic animals / K.L. Ormerod, D.L.A. Wood, N. Lachner, S.L. Gellatly, J.N. Daly, J.D. Parsons, C.G.O. Dal’Molin, R.W. Palfreyman, L.K. Nielsen, M.A. Cooper // Microbiome.- 2016.- 4.- Р. 36.

25. Pereira, F., Rational design of a microbial consortium of mucosal sugar utilizers reduces clostridiodes difficile colonization / Pereira F., Wasmund K., Cobankovic I., Jehmlich N., Hherbold C., Kang Soo Lee, Sziranyi B., Vesely C., Decker T., Stocker R., Warth B., Von bergen M., Wagner M., Berry D // Nat. commun, 2020, 11: 5104 doi: 10.1038/s41467-020-18928-1

26. Privé, F. Identification and Characterization of Three Novel Lipases Belonging to Families II and V from Anaerovibrio lipolyticus 5ST / Privé F, Kaderbhai NN, Gird-wood S, Worgan HJ, Pinloche E, Scollan ND, et al. // PLoS ONE.- 2013.- 8(8).- e69076 https://doi.org/10.1371/journal.pone.0069076

27. Quast, C. The SILVA ribosomal RNA gene database project: Improved data processing and web-based tools / C. Quast, E. Pruesse, P. Yilmaz, J. Gerken, T. Schweer, P. Yarza, J. Peplies, F.O. Glöckner // Nucleic Acids Res.- 2013.- 41.- Р. 590-596 doi: 10.1093/nar/gks1219

28. Schloss, P.D. Introducing mothur: Open-source, platform-independent, community-supported software for describing and comparing microbial communities / P.D. Schloss, S.L. Westcott, T. Ryabin, J.R. Hall, M. Hartmann, E.B. Hollister, R.A. Lesniewski, B.B. Oakley, D.H. Parks, C.J. Robin-son // Appl. Environ. Microbiol.- 2009.- 75.- Р. 7537-7541 doi: 10.1128/AEM.01541-09