Разработка унифицированной кишечной среды для микробиологических исследований в ветеринарной медицине

Искусственные кишечные среды высоко востребованы в микробиологических исследованиях в сфере ветеринарии, поскольку позволяют получить качественный и количественный состав микробиоты, соответствующий естественным условиям. Единственная искусственная кишечная среда, имеющаяся на сегодняшний день в отечественной микробиологической практике, не валидирована и её применение ограничивается культивированием лактобактерий. В связи с этим, научный интерес представляет разработка унифицированной искусственной кишечной среды (УИКС), максимально соответствующей естественным условиям кишечника, на примере кур породы Браун Ник, для эффективного культивирования микроорганизмов при проведении микробиологических исследований в ветеринарии. В ходе проведенных исследований были проанализированы существующие искусственные кишечные среды и выбраны ключевые компоненты для УИКС, включающие пектин, ксилан, арабиногалактан, амилопектин, казеин, крахмал, бактопептон, соли и витамины, что обеспечивает воспроизведение естественных условий кишечника. Для проверки эффективности среды отобрали десять образцов фекалий кур, пять из которых инкубировали в условиях УИКС, а другие пять культивировали без применения среды. Полученные бактериальные культуры были идентифицированы и количественно проанализированы с помощью масс-спектрометрии MALDI-TOF и метода посева на селективные среды. Статистический анализ показал отсутствие значимых различий в составе микробиоты между экспериментальными группами (р>0,05), что указывает на успешное воспроизведение условий кишечника с использованием УИКС. Настоящее исследование демонстрирует потенциал УИКС для культивирования кишечной микробиоты и может стать основой для дальнейших исследований, направленных на моделирование условий кишечника при разработке лекарственных препаратов и кормов в ветеринарии.

1. Mazanko, M.S. Antioxidant and antimutagenic properties of probiotic Lactobacilli determined using LUX-biosensors / M.S. Mazanko, E.V. Prazdnova, M.P. Kulikov [et al.] // Enzyme Microb. Technol. 2022:155:109980. – DOI: https://doi.org/10.1016/j.enzmictec.2021.109980.

2. Kaminsky, D.L. Evaluation of nutrient media to grow some infection diseases causative agents / D.L. Kaminsky, V.V. Lobanov, K.K. Rozhkov, A.B. Mazrukho // Zhurnal Mikrobiol. Epidemiol. i Immunobiol. 2017. Vol. 94 (2), P. 104-110.

3. Maas, E. Investigating the survival and activity of a bacteriophage in the complex colon environment with the use of a dynamic model of the colon (TIM-2) / E. Maas, J. Penders, K. Venema // Microbial Pathogenesis. 2023:178(3):106061.

4. Butardo, V.M. Chapter Two - Tailoring Grain Storage Reserves for a Healthier Rice Diet and its Comparative Status with Other Cereals / V.M. Butardo, N. Sreenivasulu // International Review of Cell and Molecular Biology. 2016:323:31-70.

5. Blanco-Pérez, F. The Dietary Fiber Pectin: Health Benefits and Potential for the Treatment of Allergies by Modulation of Gut Microbiota / F. Blanco-Pérez, H. Steigerwald, S. Schülke [et al.] // Curr. Allergy Asthma Rep. 2021:21(10):43. – DOI: 10.1007/s11882-021-01020-z.

6. Kiyoto, S. Distribution of Lignin, Hemicellulose, and Arabinogalactan Protein in Hemp Phloem Fibers / S. Kiyoto, A. Yoshinaga, E. Fernandez-Tendero [et al.] // Microsc. Microanal. 2018:24(4):442-452. – DOI: 10.1017/S1431927618012448.

7. Yang, Z. Dietary amylose and amylopectin ratio changes starch digestion and intestinal microbiota diversity in goslings / Z. Yang, C. Xu, W.Wang [et al.] // Br. Poult. Sci. 2022:63(5):691-700. – DOI: 10.1080/00071668.2022.2079398.

8. Solihin, J. Induction of amylase and protease as antibiofilm agents by starch, casein, and yeast extract in Arthrobacter sp. CW01 / J. Solihin, D.E. Waturangi, T. Purwadaria // BMC Microbiol. 2021:21(1):232. – DOI: 10.1186/s12866-021-02294-z.

9. Seung, D. Amylose in starch: towards an understanding of biosynthesis, structure and function / D. Seung // New Phytol. 2020:228 (5):1490-1504. – DOI: 10.1111/nph.16858.

10. Favero, M.S. Microbiological sampling of surfaces / M.S. Favero, J.J. McDade, J.A. Robertsen [et al.] // J. Appl. Bacteriol. 1968:31(3):336-343. – DOI: 10.1111/j.1365-2672. 1968.tb00375.x.

11. Abou Dobara, M.I. Production and partial characterization of high molecular weight extracellular alpha-amylase from Thermoactinomyces vulgaris isolated from Egyptian soil / M.I. Abou Dobara, A.K. El-Sayed, A.A. El-Fallal, N.F. Omar // Polish J. Microbiol. 2011:60(1):65-71.

12. Campbell, C. Bacterial metabolism of bile acids promotes generation of peripheral regulatory T cells / C. Campbell, P. T. McKenney, D. Konstantinovsky [et al.] // Nature. 2020:581(7809):475-479. – DOI: 10.1038/s41586-020-2193-0.

13. Piwowarski, J.P. Differences in Metabolism of Ellagitannins by Human Gut Microbiota Ex Vivo Cultures / J.P. Piwowarski, S. Granica, J. Stefańska, A.K. Kiss // J. Nat. Prod. 2016:79(12):3022-3030. – DOI: 10.1021/acs.jnatprod.6b00602.

14. Dial, C.N. Para-Aminobenzoic Acid, Calcium, and c-di-GMP Induce Formation of Cohesive, Syp-Polysaccharide-Dependent Biofilms in Vibrio fischeri / C.N. Dial, L. Speare, G.C. Sharpe [et al.] // MBio. 2021:12(5): e0203421. – DOI: 10.1128/mBio.02034-21.

15. Nosaka, K. Recent progress in understanding thiamin biosynthesis and its genetic regulation in Saccharomyces cerevisiae / K. Nosaka // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006:72(1):30-40. – DOI: 10.1007/s00253-006-0464-9.

16. Shats, I. Bacteria Boost Mammalian Host NAD Metabolism by Engaging the Deamidated Biosynthesis Pathway / I. Shats, J. G. Williams, J. Liu [et al.] // Cell Metab. 2020:31(3):564-579.e7. – DOI: 10.1016/j.cmet.2020.02.001.

17. Takagi, H. L-Cysteine Metabolism and Fermentation in Microorganisms / Takagi H., Ohtsu I. // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2017:159:129-151. – DOI: 10.1007/10_2016_29.

18. Satiaputra, J. Biotin-mediated growth and gene expression in Staphylococcus aureus is highly responsive to environmental biotin / J. Satiaputra, B.A. Eijkelkamp, C.A. McDevitt [et al.] // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2018:102(8):3793-3803. – DOI: 10.1007/s00253-018-8866-z.

19. Hou, H. Epigenetic factors in atherosclerosis: DNA methylation, folic acid metabolism, and intestinal microbiota / Hou H., Zhao H. // Clin. Chim. Acta. 2021:512:7-11. – DOI: https://doi.org/10.1016/j.cca.2020.11.013.

20. Tahiliani, A.G. Pantothenic acid in health and disease / Tahiliani A.G., Beinlich C.J. // Vitam. Horm., 1991:46:165-228. – DOI: 10.1016/s0083-6729(08)60684-6.