Кальциевый гомеостаз в нативных и декриоконсервированных сперматозоидах Gallus gallus D.

Современное птицеводство активно использует вспомогательные репродуктивные технологии, в частности криоконсервацию спермы, эффективность которой зависит от сохранения жизнеспособности клеток и их функциональной активности. С целью раннего выявления производителей с высокими показателями заморожено/оттаянного семени петухов ведется поиск высокоинформативных биомаркеров, детерминирующих качество спермы. Митохондрии, являющиеся источником АТФ, играют ключевую роль в подвижности сперматозоидов и их активности, в том числе посредством трансдукции ионов кальция (Ca²⁺). Цель исследования – идентификация эффектов сверхнизких температур на подвижность заморожено/оттаянных мужских гамет Gallus Gallus d., митохондриальную активность и содержание в них цитозольного Ca2+. Объектом исследования служили образцы свежеполученных эякулятов и заморожено/оттаянного семени (♂n = 10) породы царскосельская (селекция ВНИИГРЖ) в возрасте 61–63 недель. Сперму получали методом абдоминального массажа в пенициллиновые флаконы дважды в неделю, в течение двух недель. В ходе исследования выявлена высокая индивидуальная изменчивость в объемах нативных эякулятов особей и концентрации сперматозоидов. Высокое содержание внутриклеточного Ca²⁺ было значительно выше в сперматозоидах с интактной плазматической мембраной (56,48 ± 3,37%) по сравнению с клетками с повреждённой плазматической мембраной (3,51 ± 0,81%). После цикла замораживания/оттаивания популяция клеток с интактной плазматической мембраной и высоким содержанием внутриклеточного Ca²⁺ существенно снизилась и составила 9,97±0,74%. Таким образом, направленность изменения содержания внутриклеточного кальция (снижение) в размороженных сперматозоидах, в сочетании с другими представленными в настоящем исследовании индикаторами жизнеспособности и функциональной активности мужских гамет (митохондриальная активность), может рассматриваться в качестве одного из кандидатов превентивных биомаркеров криорезистентности.

1. Mohammad M. S., Mardenli O., ALTawash A. S. A. Evaluation of The Cryopreservation Technology of Poultry Sperm: A Review Study. IOP Conference Series: Earth and Environmental Science. 2021: 735;012016. DOI 10.1088/1755-1315/735/1/012016.

2. Nowicka-Bauer K., Lepczynski A., Ozgo M., Kamieniczna M., Fraczek M., Stanski L., Olszewska M., Malcher A., Skrzypczak W., Kurpisz M.K. Sperm mitochondrial dysfunction and oxidative stress as possible reasons for isolated asthenozoospermia. J. Physiol. Pharmacol. 2018;69 doi: 10.26402/jpp.2018.3.05.

3. Nowicka-Bauer K., Szymczak-Cendlak M. Structure and Function of Ion Channels Regulating Sperm Motility-An Overview. Int J Mol Sci. 2021;22(6):3259. doi:10.3390/ijms22063259

4. Bravo A., Treulen F., Uribe P., Boguen R., Felmer R., Villegas J.V. Effect of mitochondrial calcium uniporter blocking on human spermatozoa. Andrologia. 2015;47:662–668. doi: 10.1111/and.12314.

5. Денисенко В. Ю. Влияние ингибиторов протеинкиназ на акросомную реакцию и внутриклеточный Са2+ в сперматозоидах быков // Достижения науки и техники АПК. 2020;34(5):65–68. doi: 10.24411/0235-2451-2020-10513.

6. Okunade G. W., Miller M. L., Pyne G. J., Sutliff R. L., O'Connor K. T., Neumann J. C., Andringa A., Miller D. A., Prasad V., Doetschman T., Paul R. J., Shull G. E. Targeted ablation of plasma membrane Ca2+-ATPase (PMCA) 1 and 4 indicates a major housekeeping function for PMCA1 and a critical role in hyperactivated sperm motility and male fertility for PMCA4. The Journal of biological chemistry. 2004;279(32):33742–33750. https://doi.org/10.1074/jbc.M404628200

7. Xu Z., Yan Q., Zhang K., Lei Y., Zhou C., Ren T., Gao N., Wen F., Li X. Mitochondrial Regulation of Spermatozoa Function: Metabolism, Oxidative Stress and Therapeutic Insights. Animals. 2025;15:2246. https://doi.org/10.3390/ani15152246.

8. Sushadi P. S., Kuwabara M., Maung E. E. W., Mohamad Mohtar M. S., Sakamoto K., Selvaraj V., Asano A. Arresting calciumregulated sperm metabolic dynamics enables prolonged fertility in poultry liquid semen storage. Scientific reports. 2023;13 (1):21775. https://doi.org/10.1038/s41598-023-48550-2.

9. Hamad S. K., Elomda A. M., Sun Y., Li Y., Zong Y., Chen J., Abbas A. O., Stino F. K. R., Nazmi A., Mehaisen G. M. K. The In Vitro Evaluation of Rooster Semen Pellets Frozen with Dimethylacetamide. Animals. 2023; 11;13(10):1603. doi: 10.3390/ani13101603.

10. Garriga F., Codina-Benaiges J., Yeste M., Llavanera M. Calcium homeostasis role in preserving sperm function and metabolic activity during liquid storage of pig semen. Theriogenology. 2026;249; 117638. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2025.117638.

11. Khaeruddin, Ciptadi G., Yusuf M., Fattah A. H., Junaedi, Syamsuryadi B., Wahjuningsih, S. The Quality of Gaga Roosters Semen During Cold Storage Using a Diluent Supplemented with Sorbitol. Tropical Animal Science Journal. 2024;47(4):436-447. doi: 10.5398/TASJ.2024.47.4.436.

12. Authaida S., Ratchamak R., Boonkum W., Chankitisakul V. Increasing sperm production and improving cryosurvival of semen in aged Thai native roosters as affected by selenium supplementation. Animal bioscience. 2023;36(11), 1647–1654. https://doi.org/10.5713/ab.23.0079.

13. Zong Y., Li Y., Sun Y., Han X., Yuan J., Ma L., Ma H., Chen J., Mitochondrial aspartate aminotransferase (GOT2) protein as a potential cryodamage biomarker in rooster spermatozoa cryopreservation. Poultry Science. 2025; 104(2):104690. https://doi.org/10.1016/j.psj.2024.104690.

14. Kumaresan A., Gonzalez R., Johannisson A., Berqvist A. S. Dynamic quantification of intracellular calcium and protein tyrosine phosphorylation in cryopreserved boar spermatozoa during short-time incubation with oviductal fluid. Theriogenology. 2014;82:1145–53. doi: 10.1016/j.theriogenology.2014.07.029.